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La perdiz roja (Alectoris rufa) es un ave perteneciente a la familia Phasianidae, dentro del orden Galliformes. Es una de las piezas cinegéticas clave en España cuya producción es principalmente en el exterior, esto conlleva a una amplia variabilidad de microorganismos con los que puede estar en contacto a lo largo del ciclo productivo.
En este trabajo se expondrán 3 casos clínicos relacionados con la infección de perdices por diferentes microorganismos como son: Salmonella Typhimurium, Clostridium botulinum y Escherichia coli.
Imagen 1. Perdiz roja (Alectoris rufa) y microorganismos
Caso 1: Lesión ocular en perdiz roja por Salmonella Typhimurium
Lote de perdices rojas de 2 meses de vida, aletargadas, que han disminuido el consumo de pienso y con un aumento considerable de bajas.
Las lesiones encontradas son:
Imagen 2. Acúmulo blanquecino en cámara anterior
Imagen 3. Gota visceral
Pruebas diagnósticas
Para el diagnóstico, se realizaron análisis microbiológicos del contenido cecal y ocular, así como estudio histopatológico del ojo para estudiar las lesiones y determinar el posible agente causal.
Resultados y Discusión del caso clínico
Los resultados microbiológicos confirmaron la presencia de Salmonella Typhimurium. El estudio histopatológico reveló una endoftalmitis fibrinoheterofílica subaguda y moderada con presencia de bacterias compatibles con Salmonella (Imagen 4).
Imagen 4. Contenido fibrinoheterofílico en cámara posterior con presencia de bacterias (H-E).
La salmonelosis es una de las enfermedades bacterianas más importantes en avicultura, ligada a grandes pérdidas económicas en el sector. Esta bacteria se puede encontrar tanto en aves sanas como enfermas. En la perdiz roja su incidencia se desconoce, sin embargo, se ha relacionado con brotes ligados a la repoblación de dicha ave (Díaz-Sánchez et al., 2012).
En un estudio sobre la situación sanitaria de la perdiz roja en España en 2015 (Castro, 2015), se destaca que el serotipo Typhimurium es el más asociado con aves silvestres (Passer domesticus, Molothrus ater, Aythya fuligula), dando lugar a cuadros clínicos, e incluso mortalidad, a diferencia de lo que se observa en las especies Gallus gallus.
Signos clínicos
Imagen 5. Perdiz roja (Alectoris rufa)
Caracterización de la cepa
Para una mayor caracterización de la cepa se realizó un antibiograma mediante una prueba de susceptibilidad antimicrobiana por microdilución para patógenos que afectan a las aves de corral.
Tabla 1.Resultado antibiograma con el formato AviPro ® plate. Dosis de antibióticos expresados en μg/mL. +: resistente; -: sensible; AMX: Amoxicilina; CET: Ceftiofur; CPP: Cefpodoxima Proxetilo; CTX: Cefotaxima; COL: Colistina; DOX: Doxiciclina; ENRO: Enrofloxacina; STRE: Estreptomicina; ERY: Eritromicina; LIN: Lincomicina; LIS: Lincospectin; NEO: Neomicina; OXA: Oxacilina; PEN: Penicilina; RAM: Rifampicina; SPEC: Espectinomicina; TET: Tetraciclina; TIA: Tiamulina; TILM: Tilmicosina; T/S: Trimetoprim sulfametoxazol; TLS: Tilosina; ERD: Eritromicina D.
Los resultados de este caso, evidencian la necesidad de iniciar la vigilancia de Salmonella en las poblaciones silvestres. Además, también sería interesante estudiar el papel de la Salmonella aislada en aves silvestres como diseminador de resistencias antimicrobianas, con el objeto de controlar y reducir la incidencia de las resistencias en las explotaciones cinegéticas.
Caso 2. Caso clínico Clostridium botulinum
Lote de perdices rojas de dos meses y medio de vida que se encuentran al aire libre. Presentan síntomas nerviosos-locomotores, andan lento y con dificultad, y no vuelan.
Imagen 6. Perdiz roja con afección nerviosa.
Pruebas diagnósticas
Para el diagnóstico, se complementó la necropsia con el estudio histopatológico, en el que se analizaron los nervios ciáticos y encéfalos de los 4 animales. Además, se tomaron muestras del hígado, molleja y ciegos, así como de la tierra de los voladeros y muestras de larvas de mosca para la detección de bacterias productoras de toxinas tipo C por qPCR.
Resultados y Discusión del caso clínico
El resultado de las muestras fue positivo a la presencia de la toxina botulínica en todas las muestras analizadas a excepción de la tierra. Se ha descrito la confirmación laboratorial de botulismo mediante la técnica qPCR. Esta técnica consiste en la demostración de la presencia de Clostridium botulinum productor de neurotoxina en suero, contenido gastrointestinal e hígado (Souillard et al., 2014; Le Marechal et al., 2017).
La intoxicación por botulismo es causada por la ingestión de la toxina neuroparalizante producida por la bacteria Clostridium botulinum. Ésta es una bacteria Gram-positiva, anaerobia y saprófita del género Clostridium.
Su máxima producción de toxinas (toxina botulínica) se produce entre los 20 y los 26ºC. Hasta la fecha se han descrito siete tipos de toxinas: A, B, C, D, E, F y G; siendo el tipo C el más involucrado en el botulismo aviar, seguido de D y E. A pesar de la alta patogenicidad en las aves, de los tres tipos descritos en ellas, solo el E sería zoonósico (OMS, 2018).
Un diagnóstico presuntivo está basado en la presencia de sintomatología con ausencia de lesiones en los órganos y tejidos en la necropsia. En nuestro caso, no se observó ninguna lesión en las muestras remitidas para el estudio histopatológico.
Imagen 7. Esquema Bioensayo con ratones (Mouse Bioassay). Creado con Biorender
Se han reportado casos de botulismo aviar en todo el mundo, produciendo altas tasas de mortalidad en las aves. En España, Vidal y colaboradores, estudiaron entre 1978 y 2008 brotes de la enfermedad en aves silvestres, que incluía más de 50 especies, y más de 20.000 aves muertas. De hecho, las aves silvestres son las más frecuentemente afectadas, al ingerir alimentos con la toxina (por ejemplo, moscas y materia orgánica).
Imagen 8. Toxina botulínica
Signos clínicos
Estas aves presentan síntomas como parálisis ascendente, incapacidad de volar o caminar, cuello laxo, parálisis de la membrana nictitante, produciendo al final la muerte del ave por un paro respiratorio.
Las aves con botulismo pueden recuperarse sin necesidad de tratamiento, siendo imprescindible la eliminación de los animales muertos, para evitar el acúmulo de toxinas, así como la adición de tierra a los parques para evitar el contacto con las toxinas presentes en el suelo.
Se han descrito brotes tras periodos de fuertes lluvias.
Caso 3. Colibaciolosis en perdiz roja
Lote de perdices rojas reproductoras de 100 semanas de vida, en el que se ha observado una alta tasa de mortalidad en los machos adultos de mayor edad.
En la necropsia se observa:
Imagen 9. Vacuolización en hígado y hepatomegalia
Imagen 10. Ooforitis
Imagen 11. Peritonitis
Imagen 12. Tejido caseoso en molleja
Resultados y Discusión del caso clínico
Los resultados microbiológicos revelaron una infección compatible con Escherichia coli. Por lo que respecta a las muestras para el estudio histopatológico, no se observó ningún hallazgo relevante en los hígados, así como tampoco se observó la presencia del agente etiológico.
Escherichia coli es un microorganismo comensal presente en la microbiota de los animales. Generalmente no cursa con sintomatología clínica y no suele suponer un riesgo para la salud pública, a excepción del serotipo O157: H7 el cual es muy patógeno para las personas y se ha aislado en aves de corral.
Sin embargo, la colibacilosis aviar es una de las principales causas de mortalidad y pérdidas económicas en avicultura.
El tratamiento se basa en la aplicación de antibióticos. Para ello, como en este caso, debe realizarse un antibiograma previo que indique cuáles son los antibióticos frente a los que es sensible la bacteria y que estén autorizados. En este caso se realizó el antibiograma (Imagen 13). Tras el tratamiento con antibiótico, la sintomatología clínica de los animales remitió.
Imagen 13. Resultado antibiograma con el formato AviPro ® placa. Dosis de antibióticos expresados en μg/mL. +: resistente; -: sensible; AMX: Amoxicilina; CET: Ceftiofur; CPP: Cefpodoxima Proxetilo; CTX: Cefotaxima; COL: Colistina; DOX: Doxiciclina; ENRO: Enrofloxacina; STRE: Estreptomicina; ERY: Eritromicina; LIN: Lincomicina; LIS: Lincospectin; NEO: Neomicina; OXA: Oxacilina; PEN: Penicilina; RAM: Rifampicina; SPEC: Espectinomicina; TET: Tetraciclina; TIA: Tiamulina; TILM: Tilmicosina; T/S: Trimetoprim sulfametoxazol; TLS: Tilosina; ERD: Eritromicina D.
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